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Servicio de Microscopía de Epifluorescencia y Confocal

IIBCE (MEC)

 

Perfil

El servicio de microscopía de fluorescencia y confocal del IIBCE se encuentra a disposición de todos los investigadores del ámbito público o privado que deseen visualizar y tomar imágenes de microscopía fluorescente o por confocalidad. Nuestro servicio se dedica a la asistencia en la toma y procesamiento de imágenes así como también participa en la formación de recursos humanos. Contamos con equipos de excelente calidad que permiten la obtención de imágenes de alta resolución de materiales de origen biológico y no biológico.

 

Integrantes

Dr. Angel Caputi

Miembro Comisión Confocal.

acaputi@iibce.edu.uy

Dra. Claudia Piccini

Miembro Comisión Confocal.

cpiccini@iibce.edu.uy

Dra. Rosana Rodríguez Casuriaga

Miembro Comisión Confocal.

rrodriguez@iibce.edu.uy


Lic. Andrés Di Paolo

Técnica de Plataforma Confocal contratado Grado 1.

reservasconfocal@gmail.com

Contacto:

Mail: reservasconfocal@gmail.com
Teléfono: (598) 24871616 int. 121

 

Publicaciones:

 

García G, Libisch G, Trujillo-Cenóz O, Robello C, Russo RE. 2012. Modulation of gene expression during early stages of reconnection of the turtle spinal cord. J Neurochem.121:996-1006.

Marichal N, García G, Radmilovich M, Trujillo-Cenóz O, Russo RE. 2012. Spatial domains of progenitor-like cells and functional complexity of a stem cell niche in the neonatal rat spinal cord. Stem Cells. 30:2020-2031.

Kun A, Canclini L, Rosso G, Bresque M, Romeo C, Hanusz A, Cal K, Calliari A, Sotelo Silveira J, Sotelo JR. 2012. F-actin distribution at nodes of Ranvier and Schmidt-Lanterman incisures in mammalian sciatic nervesCytoskeleton (Hoboken). 69:486-495.

Rosso G, Negreira C, Sotelo JR, Kun A. 2012. Myelinating and demyelinating phenotype of Trembler-J mouse (a model of Charcot-Marie-Tooth human disease) analyzed by atomic force microscopy and confocal microscopy. Mol Recognit. 25:247-255.

Antúnez K, Arredondo D, Anido M, Zunino P. 2011. Metalloprotease production by Paenibacillus larvae during the infection of honeybee larvae. Microbiology. 157:1474-80.

Antúnez K, Anido M, Arredondo D, Evans J. Zunino P. 2011. Paenibacillus larvae enolase as a virulence factor in honeybee larvae infection. Veterinary Microbiology. 147: 83–89.

Rehermann MI, Santiñaque FF, López-Carro B, Russo R, Trujillo-Cenoz O. 2011. Cell proliferation and cytoarchitectural remodelling in the fresh-water turtle Trachemys dorbignyi. Cell Tissue Res. 344:415-433.

Reali C, Fernández A, Radmilovich M, Trujillo-Cenoz O, Russo RE. 2011. GABAergic signalling in a neurogenic niche of the turtle spinal cord. J Physiol. 589:5633-5647.

Fernández A, Rosillo JC, Casanova G, Olivera-Bravo S. 2011. Proliferation zones in the brain of adult fish autrolebias (CYPRINODONTIFORM: RIVULIDAE): a comparative study. Neuroscience. 189:12-24.

Reali C, Fernández A, Radmilovich M, Trujillo-Cenóz O, Russo R. 2011. GABAergic signalling in a neurogenic niche of the turtle. Journal of Physiology (London). 589:5633-5647.

Olivera-Bravo S, Fernández A, Sarlabós MN, Rosillo JC, Casanova G, Jiménez M, Barbeito L. 2011. Neonatal Astrocyte Damage Is Sufficient to Trigger Progressive Striatal Degeneration in a Rat Model of Glutaric Acidemia-I. PLoS ONE, 6:e20831.

Rosillo JC, Casanova G, Olivera S, Fernández A. 2010. CELL HETEROGENITY OF THE TELENCEPHALIC VENTRICULAR ZONE: A NEUROGENIC BRAIN REGION OF Austrolebias charrua. Acta Microscópica. 92:152- 59.

Pouso P, Quintana L, Bolatto C, Silva AC. 2010. Brain androgen receptor expression correlates with seasonal changes in the behavior of a weakly electric fish, Brachyhypopomus gauderio. Horm Behav. 58:729-736.

Rehermann MI, Marichal N, Russo R, Trujillo-Cenoz O. 2009. Neural Reconnection in the transected spinal cord of the freshwater turtle Trachemys dorbignyi. J. Comp. Neurol. 515:197-214.

Marichal N, García G, Radmilovich M, Trujillo-Cenoz O, Russo R. 2009. Enigmatic central canal contacting cells: Immature neurons in”standby” mode? J Neurosci. 29: 10010-10024.

LIBROS:

Kun A, Rosso G, Canclini L, Bresque M, Romeo C, Cal K, Calliari A, Hanuz A, Sotelo-Silveira JR, Sotelo JR..2012. The Schwann Cell-Axon Link in Normal Condition or Neuro-Degenerative Diseases: An Immunocytochemical Approach. Applications of Immunocytochemistry. InTech. pp.:249-266.

Rosillo JC, Casanova G, Olivera S, Fernández A. 2010. CELL HETEROGENITY OF THE TELENCEPHALIC VENTRICULAR ZONE: A NEUROGENIC BRAIN REGION OF Austrolebias charrua. Acta Microscópica. 92:152- 59.

Pouso P, Quintana L, Bolatto C, Silva AC. 2010. Brain androgen receptor expression correlates with seasonal changes in the behavior of a weakly electric fish, Brachyhypopomus gauderio. Horm Behav. 58:729-736.

Rehermann MI, Marichal N, Russo R, Trujillo-Cenoz O. 2009. Neural Reconnection in the transected spinal cord of the freshwater turtle Trachemys dorbignyi. J. Comp. Neurol. 515:197-214.

Marichal N, García G, Radmilovich M, Trujillo-Cenoz O, Russo R. 2009. Enigmatic central canal contacting cells: Immature neurons in”standby” mode? J Neurosci. 29: 10010-10024.

 

Equipamiento

 

Microscopio de fluorescencia invertido:

Marca: Olympus

Modelo: IX81

Cámara CCD: DP71

El microscopio de fluorescencia se encuentra equipado con filtros dicroicos que permiten la observación de un amplio rango de fluorocromos:

1) UMNIBA3 Ex:470-495nm Em: 510-550nm (Alexa fluor 488, EGFP, YOYO 1, evita auto-fluorescencia de la clorofila).

2) U-MWIB3 Ex: 460-495nm Em: 510nm (Alexa fluor 488, EGFP, YOYO 1).

3) UMWG2 Ex:510-550nm Em: 590nm (Alexa fluor 568, PI).

4) U-MWIY2 Ex: 545-580nm Em: 610nm (Texas Red, Alexa fluor 594).

5) U-MWU2 Ex: 330-385nm Em: 420nm (DAPI).

Además cuenta con un completo sistema de filtros de polarización para observaciones de contraste interferencial diferencial (técnica de Nomarski). El microscopio tiene acoplada una cámara CCD de alta velocidad Olympus DP71 que permite obtener imágenes de alta calidad. El software CellF de Olympus controla al microscopio, dicho programa permite el procesamiento posterior de las imágenes. También está a disposición el software DPController de Olympus que controla la cámara CCD y permite la captura de imágenes fluorescentes o campo claro.

 

 

Microscopio láser confocal:

Marca: Olympus

Modelo: BX61, módulo confocal FV300

Cámara CCD: DP70

El microscopio láser confocal está integrado por un microscopio de epifluorescencia Olympus BX61 que contiene los siguientes filtros dicroicos:

1) N-41004 (Texas red) Ex: 596nm Em:620nm

2) U-MWU2 Ex: 330-385nm Em: 420nm. (DAPI)

3) U-MWIBA2 Ex: 460-495nm Em: 510-550nm. (Alexa fluor 488, EGFP, YOYO 1, evita auto-fluorescencia de la clorofila)

4) U-N41008 (CY5) Ex: 650nm Em: 667nm

5) U-MDICT3 para observaciones DIC.

El módulo confocal acoplado al microscopio de epifluorescencia contiene 3 fotomultiplicadores y consta con los siguientes filtros de barrera:

BA660IF

BA560-600

BA510IF

BA530RIF

BA430-460

BA565IF

El sistema posee 4 láseres de excitación:

1) Kr 488nm

2) He-Ne rojo 633nm

3) He-Ne verde 543nm

4) Diodo 405nm

El microscopio láser confocal es una herramienta fundamental para el estudio de colocalización y localización intracelular de señales marcadas con fluorescencia. El software Olympus Fluoview permite la obtención y el procesamiento de las imágenes.El programa DPController controla la cámara CCD acoplada al microscopio para tomar microfotografías por epifluorescencia, de campo claro, o DIC.

 

 

Costos

El servicio de microscopía confocal y epifluorescencia tiene costo para todos los usuarios externos a la institución.

- La primera vez el investigador tendrá un turno de 2hs gratis.

- Luego cada turno de 2hs cuesta 20 dólares americanos, también se podrán adquirir cuponeras de 3 turnos (de 2hs cada uno) por 50 dólares.

- Por cursos que utilizen los microscopios de la plataforma se cobrarán 50 dólares.

CANCELACIONES: Se deberán hacer con 2hs de antelación, de lo contrario se cobrara el turno.